Chlorofile

Maksima absorpcyjne chlorofili na tle widma światła białego

Chlorofile – grupa organicznych związków chemicznych obecnych między innymi w roślinach, algach i bakteriach fotosyntetyzujących (np. w sinicach). Nadaje częściom roślin (głównie liściom) charakterystyczny zielony kolor.

Funkcją chlorofili w organizmach przeprowadzających fotosyntezę jest wychwytywanie kwantów światła i przekazywanie energii wzbudzenia do centrum reakcji fotoukładu, skąd wybijane są elektrony, spożytkowane następnie w dalszych etapach fotosyntezy.

Znaczna zawartość chlorofili w organizmach fotosyntetyzujących jest odpowiedzialna za ich zieloną barwę. Zielony kolor chlorofilu spowodowany jest wysoką absorpcją w czerwonej i niebieskiej części spektrum światła, a niską absorpcją w zielonej części spektrum światła (długość fali 500–600 nm).

Wyróżnia się wiele rodzajów chlorofili. Najbardziej rozpowszechnione w przyrodzie to chlorofil a i chlorofil b występujące u wszystkich roślin przeprowadzających fotosyntezę. Chlorofile c i d występują jedynie u części glonów. U prokariontów zdolnych do przeprowadzania fotosyntezy mogą występować: chlorofil a (tylko u sinic) oraz wiele rodzajów bakteriochlorofili oznaczanych literami od a do g.

Budowa chlorofili

Model cząsteczki chlorofilu a: zielony Mg, niebieski N, czarny C, czerwony O, biały H

Układ porfirynowy

Cząsteczka każdego chlorofilu zbudowana jest z pochodnej porfiryny określanej feoporfiryną. Feoporfiryna to pięciopierścieniowa porfiryna z różnymi podstawnikami. Cztery z pierścieni to pierścienie pirolowe, a piąty pierścień tworzą same atomy węgla. Wiązania pomiędzy atomami tworzącymi pierścienie to następujące po sobie wiązania pojedyncze i podwójne składające się na układ wiązań sprzężonych.

Centralne miejsce w układzie porfiryny zajmuje atom magnezu łączący się z atomami azotu każdego z pierścieni. Porfiryna tworząca kompleks z magnezem posiada zdolność do absorpcji promieniowania elektromagnetycznego w zakresie widzialnym. Obecność magnezu wpływa na zdolność agregacji cząsteczek chlorofilu, co ułatwia przekazywanie energii wzbudzenia pomiędzy cząsteczkami.

U większości chlorofili (poza chlorofilami c) feoporfiryna łączy się poprzez wiązanie estrowe z alkoholem o 20 atomach węgla – fitolem. Przyłączony alkohol izoprenowy nie wpływa znacząco na zdolność absorpcji światła. Jego rolą jest tworzenie hydrofobowego fragmentu cząsteczki łączącego chlorofil z błonami białkowo-lipidowymi. W bakteriochlorofilach zamiast fitolu może występować inny alkohol farnezol lub geranylogeraniol występujący niekiedy w bakteriochlorofilu a.

Do układu porfiryny w różnych miejscach przyłączone są dodatkowe grupy. Wpływają one na niewielkie zmiany zdolności absorpcji kwantów światła przez poszczególne rodzaje chlorofili.

W zależności od rodzaju podstawników układu porfirynowego wyróżnia się następujące typy chlorofilu:

	Chlorofil a	Chlorofil b	Chlorofil c1	Chlorofil c2	Chlorofil d	Chlorofil f
Wzór sumaryczny	C55H72O5N4Mg	C55H70O6N4Mg	C35H30O5N4Mg	C35H28O5N4Mg	C54H70O6N4Mg	C55H70O6N4Mg
grupa w pozycji C2	–CH3	–CH3	–CH3	–CH3	–CH3	–CHO
grupa w pozycji C3	–CH=CH2	–CH=CH2	–CH=CH2	–CH=CH2	–CHO	–CH=CH2
grupa w pozycji C7	–CH3	–CHO	–CH3	–CH3	–CH3	–CH3
grupa w pozycji C8	–CH2CH3	–CH2CH3	–CH2CH3	–CH=CH2	–CH2CH3	–CH2CH3
grupa w pozycji C17	–CH2CH2COO–fitol	–CH2CH2COO–fitol	–CH=CHCOOH	–CH=CHCOOH	–CH2CH2COO–fitol	–CH2CH2COO–fitol
Wiązanie C17–C18	pojedyncze	pojedyncze	podwójne	podwójne	pojedyncze	pojedyncze
Występowanie	eukariota sinice	rośliny część glonów (prazynofity, eugleniny, zielenice właściwe)	stramenopile	stramenopile	krasnorosty	cyjanobakterie

Numeracja atomów węgla patrz „układ porfirynowy”

Wzór strukturalny chlorofilu a	Wzór strukturalny chlorofilu b	Wzór strukturalny chlorofilu d	Wzór strukturalny chlorofilu c1	Wzór strukturalny chlorofilu c2
Wzór strukturalny bakteriochlorofilu a	Wzór strukturalny bakteriochlorofilu b	Wzór strukturalny bakteriochlorofilu c
Wzór strukturalny bakteriochlorofilu d	Wzór strukturalny bakteriochlorofilu e	Wzór strukturalny bakteriochlorofilu g

Dwa najpowszechniej występujące chlorofile, chlorofil a – niebieskozielony, chlorofil b – żółtozielony, stanowią przeważającą większość masy wszystkich barwników w organie fotosyntetyzującym.

Absorpcja światła i udział w fotosyntezie

Chlorofil może absorbować kwanty światła czerwonego i niebieskiego

Maksimum absorpcji dwóch najczęściej występujących chlorofili wynosi 430 i 662 nm dla chlorofilu a oraz 453 i 642 nm dla chlorofilu b. Po raz pierwszy widmo absorpcyjne chlorofilu wyznaczył w 1883 r. niemiecki biolog Theodor Wilhelm Engelmann. Maksymalny molowy współczynnik absorpcji dla chlorofilu a wynosi 10⁵ M⁻¹ cm⁻¹ i jest jednym z najwyższych wyliczonych dla związków organicznych. Cząsteczka chlorofilu po zaabsorbowaniu kwantu światła (fotonu) ulega wzbudzeniu. Pochłonięcie kwantu światła czerwonego wiąże się z przejściem do pierwszego stanu wzbudzonego, pochłonięcie kwantu światła niebieskiego skutkuje przejściem do drugiego stanu wzbudzonego. Stan wzbudzenia przekazywany jest przez kolejne cząsteczki chlorofilu do centrum reakcji – pary cząsteczek chlorofilu a w specyficznym otoczeniu białkowym. Z chlorofili stanowiących centrum reakcji elektron jest wybijany, dochodzi do fotoindukcyjnego rozdziału ładunków, i następnie przechwytywany przez kolejnych pośredników zlokalizowanych w obrębie fotosystemów, a następnie na kolejne przekaźniki w obrębie błony tylakoidów, biorące udział w fotosyntetycznym łańcuchu transportu elektronów. Transport elektronów w błonach tylakoidów jest konieczny do wytworzenia NADPH (tzw. „siły redukcyjnej”) oraz gradientu protonowego w poprzek błony tylakoidu, co jest konieczne do produkcji ATP przez chloroplastową syntazę ATP.

W chloroplastach, chlorofil wchodzi w skład większych kompleksów barwnikowo-białkowych (tak zwanych fotosystemów oraz układów antenowych).

Stosunki ilościowe chlorofili w roślinach zależą między innymi od warunków siedliskowych: rośliny cieniolubne (cienioznośne) mają więcej chlorofilu b, rośliny światłolubne (światłożądne) – chlorofilu a.

Synteza chlorofili

Miejscem syntezy chlorofili u roślin są plastydy. To w nich przebiegają wszystkie reakcje prowadzące do wytworzenia cząsteczki chlorofili.

Początkowym substratem służącym do syntezy chlorofili jest jeden z aminokwasów białkowych – kwas glutaminowy. Pierwszym etapem jest aktywacja aminokwasu polegająca na przyłączeniu cząstki tRNA^Glu przez syntazę glutamylo-tRNA^Glu. Reakcja ta wymaga hydrolizy jednej cząsteczki ATP do AMP i PPi. Powstający glutamylo-tRNA^Glu redukowany jest do 1-semialdehydu glutaminianowego przez reduktazę Glu-tRNA. Reakcja ta wymaga zużycia cząsteczki NADPH. Powstały 1-semialdehyd glutaminianowy przekształcany jest przez aminotransferazę semialdehydu glutaminianowego do kwasu δ-aminolewulinowego (ALA).

Synteza chlorofilu a. Numery oznaczają enzymy katalizujące reakcje: 1 – syntetaza Glu-tRNA, 2 – reduktaza Glu-tRNA, 3 – aminotransferaza semialdehydu glutaminianowego, 4 – dehydrogenaza ALA, 5 – deaminaza porfobilinogenowa, 6 – syntaza uroporfirynogenu III, 7 – dekarboksylaza eroporfirynogenu III, 8 – oksydaza koproporfirynogenu III, 9 – oksydaza porfirynogenu IX, 10 – Mg–chelataza, transferaza, cyklaza, 11 – reduktaza winylowa, 12 – oksydoreduktaza protochlorofilidu, 13 – syntetaza chlorofilowa.

Dwie cząsteczki tego niebiałkowego aminokwasu w reakcji kondensacji katalizowanej przez enzym dehydratazę ALA przekształcane są do porfobilinogenu (PBG). Deaminaza porfobilinogenowa odłączając reszty aminowe -NH₂ łączy cztery cząsteczki porfobilinogenu w hydroksymetylobilan. W kolejnej reakcji następuje zamknięcie pierścienia przez syntazę uroporfirynogenu III. Powstający uroporfirynogen III ulega dekarboksylacji i przekształcany jest w koproporfirynogen III przez dekarboksylazę uroporfirynogenu III. Koproporfirynogen III jest utleniany przez oksydazę porfirynogenu III do protoporfirynogenu IX i przez oksydazę protoporfirynogenu IX do protoporfiryny IX. Reakcje prowadzące do powstania protoporfiryny IX zachodzą w stromie plastydów.

Kolejne etapy syntezy zachodzą na błonach osłonki plastydu w której znajdują się odpowiednie enzymy. Do pierścienia protoporfiryny IX Mg–chelataza wprowadza atom magnezu. Transferaza przyłącza resztę metylową w pozycji 15, a cyklaza zamyka piąty pierścień obecny w chlorofilu. Powstały diwinyloprotochlorofilid a redukowany jest do monowinyloprotochlorofilidu a przez reduktazę winylową zależną od NADPH. Powstały po redukcji monowinyloprotochlorofilid a redukowany jest do chlorofilidu a przez oksydoreduktazę protochlorofilidu. Reakcja ta wymaga udziału NADPH oraz światła, ponieważ redukcji może ulec jedynie monowinyloprotochlorofilid wzbudzony kwantem światła. Podczas redukcji likwidacji ulega jedno z wiązań podwójnych IV pierścienia pirolowego. Chlorofilid a łączony jest w reakcji estryfikacji z dwudziestwęglowym alkoholem izoprenowym – fitolem przez syntazę chlorofilową. Powstały chlorofil a może bezpośrednio służyć do absorpcji światła lub zostać przekształcony przez oksygenazę chlorofilu b do drugiego z najczęściej występujących chlorofili. Dwie ostatnie reakcje, a więc wytworzenie chlorofilu a lub chlorofilu b zachodzą w błonach tylakoidów.

Jeśli roślina nie znajduje się na świetle protochlorofilid, lipidy oraz oksydoreduktaza NADPH-protochlorofilid gromadzą się strukturach określanych jako protylakoidy. Dopiero oświetlenie roślin (np. po wykiełkowaniu) pozwala na zakończenie syntezy chlorofili i przekształcenie protylakoidów w tylakoidy. Rośliny okrytonasienne, które nie mają dostępu do światła ulegają etiolacji, czyli rosną bez wykształcenia chlorofilu i chloroplastów, a w ich plastydach dochodzi do wykształcenia jedynie protylakoidów.

Metody badania chlorofili

Chlorofile są dobrze rozpuszczalne w rozpuszczalnikach organicznych (aceton itp.) i tłuszczach, a praktycznie nierozpuszczalne w wodzie. Chlorofile w roztworach wykazują silną fluorescencję. Fluorescencja chlorofili in vivo zależy od stanu funkcjonalnego układu fotosyntetycznego i jest wykorzystywana do pomiarów parametrów wydajności fotosyntezy (metoda PAM, ang. Pulse Amplitude Modulated chlorophyll fluorescence).

Zastosowanie chlorofilu jako barwnika

Ekstrakt z chlorofilu w octanie etylu oświetlony światłem ultrafioletowym

Chlorofil A (E140, C.I. 75810, naturalna zieleń 3) jest używany jako barwnik w przemyśle spożywczym do produkcji np. zup, sosów, oliwy z oliwek, oleju sojowego, lodów oraz fermentowanych napojów mlecznych. Został uznany za nieszkodliwy w zastosowaniach spożywczych. Rzadko spotykanym działaniem niepożądanym chlorofilu jest uczulenie na światło. Jest również wykorzystywany w produktach takich jak antyperspiranty i płyny do płukania jamy ustnej.

Bibliografia

• Alicja Szweykowska: Fizjologia roślin. Poznań: Wydawnictwo Naukowe UAM, 1997. Brak numerów stron w książce
• Jan Kopcewicz, Stanisław Lewak, Halina Gabryś: Fizjologia roślin. Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN, 2005. ISBN 83-01-14549-8. Brak numerów stron w książce
• Jeremy Mark Berg, John L Tymoczko, Lubert Stryer, Neil D Clarke, Zofia Szweykowska-Kulińska, Artur Jarmołowski, Halina Augustyniak: Biochemia. Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN, 2007. ISBN 978-83-01-14379-4. Brak numerów stron w książce
• Hans G. Schlegel: Mikrobiologia ogólna. Warszawa: Wydawnictwo Naukowe PWN, 2004. ISBN 83-01-13999-4. Brak numerów stron w książce